Introducción a la ciencia II. Ciencias Biológicas (14 page)

Hasta el momento sólo hemos considerado a la «columna vertebral» de la molécula proteica, la cadena que puede representarse por CCNCCNCCNCCN, pero las diversas cadenas laterales de los aminoácidos también desempeñan un papel importante en la estructura proteica.

Todos los aminoácidos, excepto la glicina, tienen por lo menos un átomo de carbono asimétrico —el situado entre el grupo carboxilo y el grupo amino—. Por este motivo cada uno de ellos debería existir en los dos isómeros ópticamente activos. Las fórmulas generales de los dos isómeros son:

Sin embargo, parece totalmente demostrado, a partir de los análisis químicos y con rayos X, que las cadenas polipéptidas están constituidas únicamente por L-aminoácidos. En este caso, las cadenas laterales se desprenden alternativamente de un lado de la columna vertebral y luego del otro. Una cadena constituida por una mezcla de ambos isómeros no sería estable, debido a que, si un L-aminoácido y un D-aminoácido se hallaran uno junto al otro, habría dos cadenas laterales que se extenderían a partir del mismo lado, lo que determinaría que estuvieran tan próximas una de otra que los enlaces resultarían sometidos a tensión.

Las cadenas laterales son elementos importantes de unión entre las cadenas polipéptidas vecinas. Allí donde una cadena lateral cargada negativamente, perteneciente a una cadena, se halle próxima a una cadena lateral carga da positivamente, perteneciente a una vecina, se formará un enlace electrostático. Las cadenas laterales también permiten la formación de enlaces de hidrógeno que pueden actuar como puentes de unión. Y el aminoácido con dos extremos, la cistina, puede insertar una de sus secuencias grupo amino-grupo carboxilo en una cadena y la otra en la próxima. Entonces las dos cadenas se hallarán unidas por los dos átomos de azufre en la cadena lateral (el «enlace disulfuro»). La unión de las cadenas polipéptidas aumenta la resistencia de las fibras proteicas. Esto explica la considerable resistencia del hilo de araña, aparentemente frágil, y el hecho de que la queratina pueda formar estructuras tan duras como las uñas de los dedos, las garras del tigre, las escamas del caimán y los cuernos del rinoceronte.

Todo lo expuesto hasta aquí describe bellamente la estructura de las fibras proteicas. ¿Qué ocurre con las proteínas en solución? ¿Qué tipo de estructura adquieren entonces?

En realidad poseen una estructura definida que, no obstante, es extremadamente delicada; un suave calentamiento, la agitación de la solución, la adición de una pequeña cantidad de ácido o de álcali, o cualquiera de una serie de influencias ambientales, pueden «desnaturalizar» una proteína disuelta. Es decir, la proteína pierde la capacidad de realizar sus funciones naturales y se alteran muchas de sus propiedades. Además, la desnaturalización es, por lo general, un proceso irreversible: por ejemplo, un huevo intensamente cocido nunca podrá transformarse de nuevo en un huevo crudo.

Parece evidente que la desnaturalización implica la pérdida de alguna configuración específica de la columna vertebral de los polipéptidos. ¿Qué es lo que se destruye en la estructura? La difracción de los rayos X no nos puede prestar su ayuda cuando las proteínas se hallan en solución, pero disponemos de otras técnicas.

Por ejemplo, en 1928, el físico hindú Chandrasejara Venkata Raman halló que la luz dispersada por las moléculas en solución era, hasta cierto punto, alterada en su longitud de onda. De la naturaleza de la alteración podía deducirse la estructura de la molécula. Por este descubrimiento del «efecto Raman», dicho investigador recibió en el año 1930 el premio Nobel de Física. (Las longitudes de onda alteradas de la luz son, por lo común, denominadas «el espectro Raman» de la molécula que determina la dispersión.)

A finales de los años veinte, se desarrolló otra delicada técnica, la basada en el hecho de que los núcleos atómicos poseen propiedades magnéticas. Las moléculas expuestas a un campo magnético de gran intensidad absorberán ciertas radiofrecuencias. A partir de tal absorción, denominada «resonancia magnética nuclear», y frecuentemente abreviada como RMN, puede obtenerse información sobre los enlaces entre los átomos. En particular, las técnicas basadas en la RMN pueden localizar la posición de los pequeños átomos de hidrógeno en el interior de las moléculas, lo que no puede conseguirse a partir de la difracción de los rayos X. Las técnicas basadas en la RMN fueron elaboradas en 1946 por dos equipos que trabajaban independientemente, uno bajo la dirección de E. M. Purcell (que más tarde fue el primero en detectar las radioondas emitidas por los átomos de hidrógeno neutros en el espacio; véase capítulo 2), y el otro bajo la dirección del físico suizo-americano Felix Bloch. Por esta proeza, Purcell y Bloch compartieron el premio Nobel de Física en 1952.

Volvamos a la cuestión de la desnaturalización de las proteínas en solución. Los químicos norteamericanos Paul Mead Doty y Elkan Rogers Blout, usando técnicas de difracción de la luz en soluciones de polipéptidos sintéticos, descubrieron que éstos poseían una estructura helicoidal. Por modificación de la acidez de la solución pudieron romper las hélices en fragmentos curvados al azar; al restaurar la acidez original, lograron recomponer las hélices, y mostraron así que la conversión de las hélices en fragmentos curvados al azar reducía la actividad óptica de la solución. Fue entonces posible indicar de qué manera se curvaba la hélice proteica: tal como lo hace la rosca dextrógira de un tornillo.

Todo esto sugiere que la desnaturalización de una proteína implica la destrucción de su estructura helicoidal.

Lo que he descrito hasta el momento representa una visión de conjunto de la estructura de la molécula proteica: la forma general de la cadena. ¿Cuáles son los detalles de su estructura? Por ejemplo, ¿cuántos aminoácidos de cada clase existen en una molécula proteica determinada?

Podemos fragmentar una molécula proteica en sus aminoácidos (calentándola con un ácido) y luego determinar la cantidad de cada aminoácido que se halla presente en la mezcla. Desgraciadamente, algunos de los aminoácidos se parecen químicamente tanto entre sí, que es casi imposible obtener separaciones claras mediante los métodos químicos ordinarios. Sin embargo, los aminoácidos pueden separarse limpiamente mediante la cromatografía (véase capítulo 6). En el año 1941, los bioquímicos británicos Archer John, Porter Martin y Richard Laurence Millington Synge fueron los primeros en aplicar la cromatografía a este objetivo. Introdujeron el empleo del almidón como material de relleno en la columna. En el año 1948, los bioquímicos estadounidenses Stanford Moore y William Howard Stein lograron convertir la cromatografía sobre almidón de los aminoácidos en un método analítico muy eficaz. Como resultado de todo ello compatieron el remio Nobel de Química en 1972.

Después de que la mezcla de aminoácidos ha sido vertida en el interior de la columna de almidón y todos ellos se han unido a las partículas del material de relleno, los aminoácidos son lentamente arrastrados en sentido descendente a lo largo de la columna, al pasar el eluyente a su través. Cada aminoácido se desplaza hacia la parte inferior de la columna a una velocidad que le es característica. A medida que se desprenden separadamente de ésta, las gotas de la solución de cada uno de los aminoácidos se recogen en un recipiente distinto. La solución en cada recipiente se trata posteriormente con un reactivo que convierte el aminoácido en un producto coloreado. La intensidad del color indica la cantidad del aminoácido particular presente. A su vez, esta intensidad del color se mide utilizando un instrumento denominado «espectrofotómetro», que señala dicha intensidad en función de la cantidad de luz absorbida de una determinada longitud de onda (fig. 12.2).

Fig. 12.2. Un espectrofotómetro. El haz de luz es dividido en dos, de tal modo que uno de los haces pase a través de la muestra que se está analizando y el otro incida directamente sobe la célula fotoeléctrica. Puesto que el haz de menor intensidad que ha atravesado la muestra libera menos electrones en la célula fotoeléctrica de lo que lo hace el haz no absorbido, los dos haces crean una diferencia de potencial que mide la cantidad de luz absorbida por la muestra.

(Los espectrofotómetros pueden utilizarse para otros tipos de análisis químicos, como es de suponer. Si se hace pasar luz, de longitud de onda progresivamente creciente a través de una solución, la magnitud de la absorción varía ligeramente, alcanzando valores máximos en ciertas longitudes de onda y manifestando valores mínimos en otras. El resultado es un registro denominado «espectro de absorción». Un determinado grupo atómico posee su propio pico o picos de absorción característicos. Esto se aprecia particularmente en la región de los infrarrojos, tal como demostró por vez primera el físico norteamericano William Weber Coblentz poco después de 1900. Sus instrumentos tenían por entonces tan escasa sensibilidad que la técnica no resultaba de utilidad, pero, desde la Segunda Guerra Mundial, el «espectrofotómetro de infrarrojos» ideado para rastrear automáticamente el espectro desde los 2 a los 40 micrones y registrar los resultados, se ha venido utilizando cada vez más para el análisis de la estructura de compuestos complejos. «Los métodos ópticos» del análisis químico, que implica la absorción de ondas de radio, la absorción de la luz, su difracción, etc., son extremadamente «innocuos» y no alteran al producto estudiado —en otras palabras, la muestra investigada sobrevive a la investigación— y están remplazando totalmente los métodos analíticos clásicos de Liebig, Dumas y Pregl, que se mencionaron en el capítulo anterior.)

La determinación de los aminoácidos mediante la cromatografía sobre almidón es plenamente satisfactoria, pero en la época en que este procedimiento se desarrolló, Martin y Synge elaboraron un método más simple de cromatografía (fig. 12.3). Es el denominado «cromatografía sobre papel». Los aminoácidos se separan sobre una hoja de papel de filtro (un papel absorbente constituido por celulosa particularmente pura). Una o dos gotas de una mezcla de aminoácidos se colocan cerca de uno de los ángulos de la hoja y uno de sus lados se sumerge en un disolvente, como por ejemplo el alcohol butílico. El disolvente asciende lentamente por el papel, por capilaridad. (Se puede hacer la prueba sumergiendo la punta de un secante en agua y comprobar así lo que ocurre.) El disolvente arrastra las moléculas en la gota depositada y las desplaza a lo largo del papel. Como en la cromatografía en columna, cada uno de los aminoácidos se mueve, esta vez en sentido ascendente, por el papel a una velocidad característica. Después de un cierto período de tiempo, los aminoácidos de la mezcla aparecen separados en una serie de manchas sobre el papel. Algunas de las manchas pueden contener dos o tres aminoácidos. Para separarlos, el papel de filtro, tras haberse secado, se hace girar 90º con respecto a su posición primitiva, y el nuevo borde se sumerge a continuación en un segundo disolvente, que dispondrá a los componentes en manchas separadas. Finalmente, toda la hoja, tras haber sido secada de nuevo, se lava con reactivos químicos, los cuales determinan que las áreas ocupadas por los aminoácidos aparezcan como manchas coloreadas u oscuras. Es algo que merece sin duda la pena ser visto: todos los aminoácidos, originalmente mezclados en una única solución, aparecen ahora distribuidos a lo largo y a lo ancho del papel, formando un mosaico de manchas de vivos colores. Los bioquímicos experimentados pueden identificar cada aminoácido por la posición que muestran sus manchas correspondientes, y leer de este modo la composición de la proteína original casi a simple vista. Por disolución de los componentes de la mancha, pueden asimismo medir la cantidad del aminoácido particular presente en la proteína.